7.19.2.1 Chloroform (Trichlorometan)

Chloroform jest stosowany jako rozpuszczalnik przemysłowy i jako półprodukt w produkcji materiałów polimerowych. Głównym zastosowaniem chloroformu jest obecnie produkcja czynnika chłodniczego R-22, powszechnie stosowanego w branży klimatyzacyjnej. Raporty z kilku laboratoriów wykazały, że ostra nefrotoksyczność chloroformu jest zależna od gatunków, szczepów i płci (Eschenbrenner and Miller 1945; Hill et al. 1975; Larson et al. 1993, 1994; Pohl et al., 1984; Smith et al. 1983, 1984; Torkelson et al. 1976), a samce myszy są bardziej podatne niż szczury, króliki czy psy, podczas gdy samice myszy są oporne. Obrzęk kanalików, martwica i odlewy, zlokalizowane głównie w kanalikach proksymalnych, są głównymi zmianami histopatologicznymi w nerkach po ekspozycji zwierząt doświadczalnych na chloroform. Nefrotoksyczność wywołana chloroformem wiąże się również ze zwiększonym stężeniem azotu mocznikowego we krwi, białkomoczem i glukozurią., In vitro wychwyt anionów organicznych i kationów przez plasterki kory nerkowej jest również hamowany przez leczenie in vivo chloroformem (Kluwe and Hook 1978). Podczas gdy narażenie ludzi na chloroform było związane z skąpomoczem, białkomoczem, zwiększeniem stężenia azotu mocznikowego we krwi i martwicą kanalików nerkowych, dawka progowa dla ostrego zatrucia chloroformem u ludzi nie jest znana. Lokalizacja uszkodzenia nerki człowieka do kanalików proksymalnych sugeruje wspólny mechanizm nefrotoksyczności chloroformu u większości gatunków ssaków.,

opisano zarówno drogi oksydacyjne, jak i redukcyjne metabolizmu chloroformu, chociaż dane in vivo są ograniczone. Dwutlenek węgla jest głównym metabolitem chloroformu generowanym przez szlak oksydacyjny metabolizmu in vivo. Szlak oksydacyjny wytwarza również reaktywne metabolity, w tym fosgen (Pohl and Krishna 1978; Pohl et al. 1977), który został oznaczony in vitro indukcją fenobarbitalu (Testai and Vittozzi 1986; Tomasi et al. 1985; Wolf et al., 1977), podczas gdy szlak redukcyjny generuje wolny rodnik dichlorometylokarbenu (oznaczany in vitro i In vivo, zarówno z indukcją fenobarbitalu, jak i bez niej). Metabolizm oksydacyjny i redukcyjny przebiega przez zależny od cytochromu P450 (CYP) etap aktywacji enzymatycznej. Równowaga między utleniające i redukcyjne drogi zależy od gatunku, tkanki, dawki i napięcia tlenu (Ammann et al. 1998; Testai i Vittozzi 1986). U nienaruszonych ssaków napięcie oksydacyjne prawdopodobnie wyklucza jakikolwiek znaczący metabolizm szlaku redukcyjnego (Mansuy et al. 1977; Pohl et al. 1977)., Fosgen powstaje w wyniku oksydacyjnej dechlorynacji chloroformu do trichlorometanolu, który samoistnie dehydrochlorynuje. Dehydrochlorynacja trichlorometanolu wytwarza jedną cząsteczkę kwasu solnego, a hydroliza fosgenu wytwarza kolejne dwie cząsteczki, tak że trzy cząsteczki kwasu solnego są wytwarzane w konwersji chloroformu do dwutlenku węgla (Pohl et al. 1980).

elektrofilowy metabolit fosgen wiąże kowalencyjnie z nukleofilowymi składnikami białek tkankowych (Uehleke and Werner 1975; Vittozzi et al. 1991)., Współdziała również z innymi nukleofilami komórkowymi i wiąże się w pewnym stopniu z polarnymi głowami fosfolipidów (Brown et al. 1974; Fry et al. 1972). Alternatywnie fosgen reaguje z wodą, uwalniając dwutlenek węgla i kwas solny (Ahmed et al. 1977; Anders et al. 1978; Pohl et al. 1981). Interakcja fosgenu z glutationem (GSH) powoduje powstanie s-chlorokarbonylu GSH, który może wchodzić w interakcje z dodatkowym GSH tworząc ditiowęglan diglutationylu lub tworzyć dwusiarczek GSH i tlenek węgla (Smith and Hook 1984)., Inkubacja mysich mikrosomów nerkowych z GSH zwiększa produkcję tych metabolitów z chloroformu i zmniejsza nieodwracalne wiązanie z białkami i dalszy metabolizm do dwutlenku węgla (Vittozzi et al. 1991). Zredukowany GSH jest w stanie zmiatać zasadniczo wszystkie metabolity chloroformu produkowane w inkubacjach z mikrosomami wątroby myszy, gdy stężenia chloroformu nie są zbyt wysokie. Względne znaczenie mniejszych szlaków metabolizmu fosgenu zależy od dostępności GSH, innych tioli i innych związków nukleofilowych, takich jak histydyna i cysteina (ryc. 1).,

Rysunek 1. Możliwe szlaki metabolizmu chloroformu w nerkach.

metabolizm oksydacyjny, w którym kluczową rolę odgrywa CYP2E1 (indukowany etanolem układ izoenzymu monooksygenazy obecny w wątrobie ssaków, w tym ludzi), jest prawdopodobnie jedynym znaczącym szlakiem metabolizmu in vivo przy niskiej ekspozycji, a dostępne dane wskazują, że metabolizm oksydacyjny ma główną rolę w toksyczności (Brady et al. 1989; Constant et al. 1999; Guengerich et al. 1991; Nakajima et al., 1995). Dominującą rolę CYP2E1 w metabolizowaniu chloroformu do toksycznych metabolitów wykazano w badaniach obejmujących leczenie zwierząt induktorami lub inhibitorami enzymów ,a także w badaniach na myszach pozbawionych CYP2E1 (Brady et al. 1989). Badania immunoinhibicji z białkiem monoklonalnym anty-CYP2E1 wykazały, że CYP2E1 jest odpowiedzialny za 81% metabolizmu testowanego przy niskim stężeniu chloroformu (0,5 mmol l−1) w mikrosomach wątroby szczurów indukowanych acetonem (Ammann et al. 1998)., Toksyczność dla szczurzych i mysich hepatocytów inkubowanych in vitro z chloroformem do 5 mmol l – 1 Była zapobiegana przez dodanie inhibitora CYP2E1 lub przez zmniejszenie napięcia tlenu, podkreślając znaczenie metabolizmu oksydacyjnego w toksyczności (Dicker et al. 1991; Ingelman-Sundberg et al. 1988; Johansson et al. 1990; Nakajima et al. 1995; Smith et al. 1979; Tsutsumi et al. 1989). Regionalny rozkład zmian w wątrobie u szczurów i myszy dobrze koreluje z rozkładem wątrobowym CYP2E1 i GSH.,

CYP2B1 może również odgrywać rolę w metabolizmie chloroformu, chociaż prawdopodobnie jest to tylko niewielkie w niskich stężeniach chloroformu tkankowego (Nakajima et al. 1995). Jednak przy wysokich stężeniach w tkankach (np. po podaniu doustnym dawki 0,5 ml kg-1) hepatotoksyczność chloroformu była znacznie nasilona u szczurów z grupy Wistar leczonych fenobarbitalem (induktorem CYP2B1), ale nie u szczurów leczonych N-heksanem (induktorem CYP2E1), w porównaniu z niewykwalifikowanymi grupami kontrolnymi (Lofberg and Tjalve 1986)., Badanie, w którym szczury były narażone na działanie chloroformu, wykazało, że metabolizm jest najbardziej aktywny w wątrobie, a następnie w nosie i nerkach. Aktywność metaboliczna była skorelowana z kumulacją metabolitów.

chociaż bioaktywacja chloroformu do metabolitów nefrotoksycznych może potencjalnie wystąpić w wątrobie, jak również w nerkach, kilka badań wykazało, że wywołana chloroformem hepatotoksyczność i nefrotoksyczność mogą być modulowane w różny sposób za pomocą różnych leków, chemicznych lub hormonalnych zabiegów, co sugeruje, że chloroform jest bioaktywowany przez niezależne mechanizmy w wątrobie i nerkach (Baily et al., 1984). Nerkowy metabolizm chloroformu przez enzymy P450 dobrze koreluje z nefrotoksycznością wywołaną chloroformem (Ahmadizadeh et al. 1981; Pohl et al. 1984; Smith et al. 1983). Wykazano zdolność ludzkiego CYP2E1 do metabolizowania chloroformu in vitro (Gonzalez and Gelboin 1994)., Tak więc ustalenia, że poziom tego enzymu w męskiej nerce myszy jest znacznie wyższy niż w kobiecej nerce myszy i że leczenie samic myszy testosteronem, który nasila nefrotoksyczność chloroformu u samic myszy, znacznie zwiększa ten enzym w kobiecej nerce myszy (Hu et al. 1993) sugeruje rolę nerkowego CYP2E1 w nefrotoksyczności wywołanej chloroformem. Stopień ekspresji CYP2E1 w nerkach ludzkich i jego Regulacja przez różne czynniki genetyczne, odżywcze i środowiskowe pozostaje do ustalenia., Enzymy CYP, inne niż CYP2E1, mogą również metabolizować chloroform. Dostępność kilku ludzkich izoenzymów cytochromu cDNA powinna umożliwić identyfikację dodatkowych izoenzymów cytochromu, które mogą być zaangażowane w bioaktywację chloroformu. Badania te mogą pomóc w określeniu, które gatunki zwierząt mogą być odpowiednim modelem do oceny ryzyka dla ludzi. Ponadto, ponieważ makrocząsteczki są celami alkilacji fosgenu, identyfikacja celów krytycznych może umożliwić lepsze zrozumienie, w jaki sposób kowalencyjna modyfikacja makrocząsteczek nerkowych przez fosgen może prowadzić do martwicy komórek (Anand et al. 2006; Philip et al., 2006). Ostatnie badania wykazały, że podchroniczne szczepienie chloroformu chroni myszy przed podaną później śmiertelną dawką chloroformu. Autorzy wykazali, że wstępne zagnieżdżanie stymuluje podział komórek nerkowych i naprawę tkanek. Ta naprawa nerek utrzymywała się nawet po podaniu kolejnej śmiertelnej dawki chloroformu.