cloroformo

7.19.2.1 cloroformo (triclorometano)

el cloroformo se utiliza como solvente industrial y como intermediario en la fabricación de materiales poliméricos. El principal uso del cloroformo hoy en día es en la producción del refrigerante R-22, comúnmente utilizado en el negocio de aire acondicionado. Los informes de varios laboratorios han demostrado que la nefrotoxicidad aguda del cloroformo depende de la especie, la cepa y el género (Eschenbrenner y Miller 1945; Hill et al. 1975; Larson et al. 1993, 1994; Pohl et al., 1984; Smith et al. 1983, 1984; Torkelson et al. 1976), y que los ratones machos son más susceptibles que las ratas, conejos o perros, mientras que las hembras son resistentes. La hinchazón Tubular, la necrosis y los moldes, localizados principalmente en los túbulos proximales, son los principales cambios histopatológicos en el riñón después de la exposición de animales experimentales al cloroformo. La nefrotoxicidad inducida por cloroformo también se asocia con concentraciones elevadas de nitrógeno ureico en sangre, proteinuria y glucosuria., La absorción In vitro de aniones y cationes orgánicos por cortes corticales renales también se inhibe mediante el tratamiento in vivo con cloroformo (Kluwe y Hook 1978). Si bien la exposición humana al cloroformo se ha asociado con oliguria, proteinuria, aumento del nitrógeno ureico en sangre y necrosis tubular renal, Se desconoce la dosis umbral para la toxicidad renal aguda del cloroformo en humanos. La localización de la lesión renal humana a los túbulos proximales sugiere un mecanismo común de nefrotoxicidad del cloroformo en la mayoría de las especies de mamíferos.,

se han descrito las vías oxidativas y reductoras del metabolismo del cloroformo, aunque los datos in vivo son limitados. El dióxido de carbono es el principal metabolito del cloroformo generado por la vía oxidativa del metabolismo in vivo. La vía oxidativa también genera metabolitos reactivos, incluyendo el fosgeno (Pohl y Krishna 1978; Pohl et al. 1977), que se determinó in vitro con inducción fenobarbital (Testai y Vittozzi 1986; Tomasi et al. 1985; Wolf et al., 1977), mientras que la vía reductiva genera el radical libre de diclorometilcarbeno (determinado in vitro e in vivo, tanto con como sin inducción de fenobarbital). Tanto el metabolismo oxidativo como el reductivo pasan por un paso de activación enzimática dependiente del citocromo P450 (CYP). El equilibrio entre las vías oxidativas y reductivas depende de la especie, el tejido, la dosis y la tensión de oxígeno (Ammann et al. 1998; Testai y Vittozzi 1986). En mamíferos intactos, la tensión oxidativa probablemente impide cualquier metabolismo significativo por la vía reductiva(Mansuy et al. 1977; Pohl et al. 1977)., El fosgeno se produce por decloración oxidativa del cloroformo a triclorometanol, que se deshidroclora espontáneamente. La deshidrocloración del triclorometanol produce una molécula de ácido clorhídrico, y la hidrólisis del fosgeno produce otras dos moléculas, de modo que se producen tres moléculas de ácido clorhídrico en la conversión del cloroformo en dióxido de carbono (Pohl et al. 1980).

El metabolito electrofílico fosgeno se une covalentemente a los componentes nucleofílicos de las proteínas tisulares (Uehleke y Werner 1975; Vittozzi et al. 1991)., También interactúa con otros nucleófilos celulares y se une en cierta medida a las cabezas polares de los fosfolípidos (Brown et al. 1974; Fry et al. 1972). Alternativamente, el fosgeno reacciona con el agua para liberar dióxido de carbono y ácido clorhídrico (Ahmed et al. 1977; Anders et al. 1978; Pohl et al. 1981). La interacción del fosgeno con el glutatión (GSH) resulta en la formación de s-clorocarbonilo GSH, que puede interactuar con un GSH adicional para formar ditiocarbonato de diglutationilo o disulfuro de GSH y monóxido de carbono (Smith y Hook 1984)., La incubación de microsomas renales de ratón con GSH aumenta la producción de estos metabolitos a partir del cloroformo y disminuye la Unión irreversible a proteínas y el metabolismo posterior al dióxido de carbono (Vittozzi et al. 1991). El GSH reducido es capaz de eliminar esencialmente todos los metabolitos del cloroformo producidos en incubaciones con microsomas hepáticos de ratón cuando las concentraciones de cloroformo no son demasiado altas. La importancia relativa de las vías menores del metabolismo del fosgeno depende de la disponibilidad de GSH, otros tioles y otros compuestos nucleofílicos, como la histidina y la cisteína (Figura 1).,

la Figura 1. Posibles vías del metabolismo del cloroformo en el riñón.

el metabolismo oxidativo, con CYP2E1 (un sistema de isoenzima monooxigenasa inducible por etanol presente en el hígado de mamíferos, incluidos los humanos) desempeñando un papel clave, es probablemente la única vía in vivo significativa a exposiciones bajas, y los datos disponibles indican que el metabolismo oxidativo tiene un papel importante en la toxicidad (Brady et al. 1989; Constan et al. 1999; Guengerich et al. 1991; Nakajima et al., 1995). El papel dominante del CYP2E1 en la metabolización del cloroformo a metabolitos tóxicos se ha demostrado en estudios que implican el tratamiento de animales con inductores o inhibidores enzimáticos, así como en estudios en ratones que carecen de CYP2E1 (Brady et al. 1989). Los estudios de inmunoinhibición con proteína monoclonal anti-CYP2E1 han demostrado que CYP2E1 es responsable del 81% del metabolismo analizado a una concentración baja de cloroformo (0,5 mmol l−1) en microsomas hepáticos de ratas inducidas por acetona (Ammann et al. 1998)., La toxicidad para los hepatocitos de rata y ratón incubados in vitro con cloroformo de hasta 5 mmol l-1 se evitó mediante la adición de un inhibidor del CYP2E1 o mediante la reducción de la tensión de oxígeno, lo que subraya la importancia del metabolismo oxidativo en la toxicidad (Dicker et al. 1991; Ingelman-Sundberg et al. 1988; Johansson et al. 1990; Nakajima et al. 1995; Smith et al. 1979; Tsutsumi et al. 1989). La distribución Regional de las lesiones hepáticas en ratas y ratones se correlaciona bien con la distribución hepática de CYP2E1 y GSH.,

CYP2B1 también puede tener un papel en el metabolismo del cloroformo, aunque es probable que esto sea menor a bajas concentraciones de cloroformo en los tejidos (Nakajima et al. 1995). Sin embargo, a altas concentraciones tisulares (por ejemplo, resultantes de una dosis oral de 0,5 ml kg−1), la hepatotoxicidad del cloroformo se potenció drásticamente en ratas Wistar tratadas con fenobarbital (un inductor del CYP2B1) pero no en ratas tratadas con n-hexano (un inductor del CYP2E1), en comparación con los controles no inducidos (Lofberg y Tjalve 1986)., Un estudio en el que las ratas estuvieron expuestas al cloroformo mostró que el metabolismo era más activo en el hígado, seguido por la nariz y el riñón. La actividad metabólica se correlacionó con la acumulación de metabolitos.

aunque la bioactivación del cloroformo a metabolitos nefrotóxicos podría ocurrir potencialmente tanto en el hígado como en el riñón, varios estudios han demostrado que la hepatotoxicidad y nefrotoxicidad inducidas por el cloroformo pueden modularse de manera diferente mediante diversos tratamientos farmacológicos, químicos u hormonales, lo que sugiere que el cloroformo es bioactivado por mecanismos independientes en el hígado y el riñón (Bailie et al., 1984). El metabolismo renal del cloroformo por las enzimas P450 se correlaciona bien con la nefrotoxicidad inducida por el cloroformo (Ahmadizadeh et al. 1981; Pohl et al. 1984; Smith et al. 1983). Se ha demostrado la capacidad del CYP2E1 humano para metabolizar el cloroformo in vitro (Gonzalez y Gelboin 1994)., Por lo tanto, los hallazgos de que el nivel de esta enzima en el riñón de ratón macho es significativamente mayor que en el riñón de ratón hembra y que el tratamiento de ratones hembra con testosterona, que potencia la nefrotoxicidad del cloroformo en ratones hembra, aumenta significativamente esta enzima en el riñón de ratón hembra (Hu et al. 1993) sugieren un papel del CYP2E1 renal en la nefrotoxicidad inducida por cloroformo. El alcance de la expresión del CYP2E1 en el riñón humano y su regulación por diversos factores genéticos, nutricionales y ambientales está por determinar., Las enzimas del CYP, distintas del CYP2E1, también pueden metabolizar el cloroformo. La disponibilidad de varios CYPs humanos expresados en ADNc debería permitir identificar otras isoformas del CYP que puedan estar implicadas en la bioactivación del cloroformo. Estos estudios pueden ayudar a determinar qué especies animales podrían ser un modelo adecuado para evaluar el riesgo para los seres humanos. Además, debido a que las macromoléculas son dianas de alquilación de fosgeno, la identificación de dianas críticas puede permitir una mejor comprensión de cómo la modificación covalente de macromoléculas renales por fosgeno puede conducir a necrosis celular (Anand et al. 2006; Philip et al., 2006). Estudios recientes han demostrado que el cebado de cloroformo subcrónico protege a los ratones de una dosis letal de cloroformo administrada posteriormente. Los autores demostraron que el cebado inicial estimuló la división celular renal y la reparación tisular. Esta reparación renal se mantuvo incluso después de la administración de una dosis letal posterior de cloroformo.